Test d'oxydation-fermentation sur des bactéries pour déterminer leur capacité à utiliser le glucose (avec figure)

Test d'oxydation-fermentation sur bactéries afin de déterminer leur capacité à utiliser le glucose en aérobiose (oxydant) ou en anaérobiose (fermentation)!

Principe:

Certaines bactéries ont la capacité d'utiliser le glucose. Certains d'entre eux l'utilisent uniquement en présence d'oxygène (boeuf de manière classique ou aérobie), tandis que les autres, outre leur utilisation en aérobiose, peuvent également l'utiliser en l'absence d'oxygène (par fermentation ou anaérobie).

Ainsi, une bactérie capable de fermenter le glucose doit pouvoir l’oxyder, mais une bactérie capable d’oxyder le glucose ne le ferment pas. Si le glucose est utilisé de l'une ou l'autre manière, de l'acide est produit, ce qui réduit le pH en modifiant la couleur du pourpre de bromocrésol de pourpre à jaune.

Dans le test d'oxydation-fermentation (test O / F), la bactérie à tester est cultivée séparément en aérobiose et en anaérobiose, dans des tubes d'agar semi-solides contenant du glucose et du pourpre de bromocrésol. Si les bactéries ont la capacité d'utiliser le glucose, la couleur du milieu passe du violet au jaune. S'il utilise le glucose en aérobiose, il est oxydatif et s'il utilise le glucose en anaérobiose, il est fermentatif.

Matériaux nécessaires:

Tubes à essai, fiole conique, tampons en coton, boucle d'inoculation, autoclave, brûleur Bunsen, chambre à flux laminaire, bocal, incubateur, bouillon de glucose Hugh-Leif-son, paraffine liquide, colonies isolées ou cultures pures de bactéries.

Procédure:

1. Les ingrédients du milieu bouillon de glucose Hugh-Leifson (HLGB) (contenant principalement du glucose et du pourpre de bromocrésol) ou sa poudre prête à l'emploi nécessaire pour 100 ml de bouillon sont pesés et dissous dans 100 ml d'eau distillée dans Fiole conique de 250 ml en agitant et en faisant tournoyer (figure 7.9).

2. Son pH est déterminé à l'aide d'un papier pH ou d'un pH-mètre et ajusté à 7, 4 en utilisant HCI 0, 1 N s'il est supérieur ou à l'aide de NaOH 0, 1 N s'il est inférieur.

3. Après ajustement du pH, de la gélose est ajoutée. On utilise ici moins de gélose pour obtenir un milieu semi-solide, afin de faciliter la stabilisation.

4. Le ballon est chauffé pour dissoudre complètement la gélose dans le milieu.

5. Avant de se solidifier, le milieu à l'état fondu chaud est réparti dans deux ensembles de tubes à essai (environ 5 ml chacun); chaque ensemble ayant cinq tubes à essai.

6. Les éprouvettes sont en coton bouché, recouvertes de papier kraft et nouées avec du fil ou une bande de caoutchouc.

7. Les tubes de bouillon sont stérilisés à 121 ° C (pression de 15 psi) pendant 15 minutes dans un autoclave.

8. On laisse les tubes de bouillon refroidir à la température ambiante.

9. La paraffine liquide est stérilisée par chauffage à 180 ° C pendant 3 heures dans un four à air chaud.

10. La bactérie à tester est ensemencée de manière aseptique, de préférence dans une chambre à flux laminaire, dans tous les tubes de bouillon semi-solide stérilisés en piquant à l'aide d'une anse d'inoculation stérilisée à la flamme. La boucle est stérilisée après chaque inoculation.

11. La paraffine liquide stérilisée est doucement versée de manière aseptique dans un ensemble de tubes inoculés (environ 1 cm de hauteur sur le milieu) pour créer une condition anaérobie.

12. Tous les tubes de bouillon inoculés sont incubés à 37 ° C pendant 24 heures dans un incubateur.