Bande Chromosomique Des Poissons: Signification Et Structure (Avec Schéma)

Dans cet article, nous discuterons de la signification et de la structure de la bande chromosomique de poissons.

Signification de bande chromosomique:

Une bande est définie comme la partie d'un chromosome, qui se distingue clairement de son segment adjacent par l'apparition de bandes ou bandes lumineuses (claires) et sombres, qui apparaissent le long de sa longueur après avoir été colorées avec des colorants spécifiques.

Les chromosomes colorés, lorsqu'ils sont visualisés au microscope, montrent une série continue de bandes brillantes et sombres (ou fluorescentes ou non fluorescentes). Il est important de noter que chaque chromosome affiche un type de bande unique, analogue au «code à barres», qui permet de le différencier de manière fiable des autres chromosomes de même taille et de même position centromérique (Fig. 36.1).

Les causes de nombreuses maladies chez l'homme peuvent maintenant être identifiées sur la base de la génétique moléculaire. Le syndrome de Parkinson de Wolf est dû à une mutation de 7q3, ce qui signifie que le défaut est dû au chromosome 7 et au bras q à la bande trois (Fig. 36.2).

Structure de la bande chromosomique:

Pour comprendre ce que représentent les bandes chromosomiques, il est essentiel de connaître la structure du chromosome. Les chromosomes eucaryotes sont composés de chromatine, une combinaison d'ADN nucléaire et de protéines. Il existe deux variétés de chromatine: l’une est appelée hétérochromatine et l’autre est appelée euchromatine.

Ils peuvent être distingués cytologiques en segments, l'hétérochromatine, il prend une coloration sombre tandis que l'autre est l'euchromatine, qui prend une coloration plus claire. L'hétérochromatine est localisée à la périphérie du noyau (Fig. 36.3).

On pense que l'hétérochromatine remplit plusieurs fonctions, de la régulation des gènes à la protection de l'intégrité du chromosome. L'hétérochromatine constitutive se situe autour du centromère du chromosome et près des télomères.

Toutes les cellules d'une espèce donnée conditionneront la même région d'ADN dans l'hétérochromatine constitutive et, dans toutes les cellules, tous les gènes contenus dans l'hétérochromatine constitutive seront mal exprimés.

L'hétérochromatine facultative ne sera pas cohérente dans les cellules d'une espèce et les séquences d'une cellule encapsulée dans de l'hétérochromatine facultative (et les gènes dont l'expression est mal exprimée) peuvent être encombrées de l'euchromatine d'une autre cellule (et les gènes ne figurant plus dans cette cellule) . Par conséquent, la formation d'hétérochromatine facultative est régulée et est souvent associée à la morphogenèse ou à la différenciation.

Les deux types de protéines sont les protéines histones et non histones. Les histones sont des protéines riches en acides aminés chargés positivement, la lysine et l'arginine. Pour cette raison, ils se lient étroitement aux phosphates chargés négativement dans l'ADN. Les protéines non-histones sont principalement des facteurs de transcription qui régulent la partie de l’ADN qui se transcrit en ARN.

Les techniques de baguage se divisent en deux groupes:

1. GQ et bandes R, ces bandes sont réparties le long du chromosome entier.

2. Bandes C (bandes centromériques) et NOR (régions organisatrices de nucléole). Ils sont utilisés pour colorer un nombre restreint de bandes ou de structures spécifiques. Les méthodes de bandes C ne permettent pas d'identifier chaque chromosome dans le complément cellulaire somatique, mais peuvent être utilisées pour identifier des chromosomes spécifiques.

G Banding:

Les bandes G sont obtenues par coloration au Giemsa (donc appelées bandes G) après digestion des chromosomes par la trypsine ou par une solution saline acétique. La trypsine a mis en évidence un motif de bandes visible dans presque tous les chromosomes du complément. Dans la bande G, la région sombre contient de l’hétérochromatine, qui se réplique tardivement et qui est riche en adénine et en thymine (AT).

Les centromères pour la plupart tachés faiblement. Autrement dit, ils étaient négatifs pour la bande G, ce qui montre que ces régions sont sensibles à l'action protéolytique de la trypsine, alors que la plupart des télomères, qui sont hétérochromatiques, présentaient une forte coloration et n'étaient donc pas digérés par la trypsine. Le micro-chromosome B n'a pas pu être visualisé dans les préparations de bandes G.

Chez le poisson, I. labrosus, la bande G était prédominante dans presque tous les diploïdes de 56 chromosomes, comme l'a noté de Carvalhoc et Dias (2005). Cependant, les centromères présentent une bande G négative.

Dans une étude de la famille Pimelodiade, Swarca et al (2005) ont utilisé des bandes G dans des préparations chromosomiques de Steindachneridion scripta et de Pseudoplatystoms corruscans et ont mis en évidence un schéma de différenciation chromosomique longitudinale chez les trois espèces.

Lorsque l’endonucléase de restriction, Bam HI, a été utilisée, a montré la présence d’un micro-chromosome surnuméraire (chromosome B), avec des variations inter et intra-individuelles. De Carvalho et Dias (2005) ont signalé que les télomères restaient intacts, tandis que certains centromères étaient faiblement digérés.

Le chromosome B n'a pas non plus été digéré par cette enzyme. La première paire de chromosomes présentait un motif de bandes longitudinales, à la fois avec la bande G et par BamHI, ce qui était plus évident avec la bande G. Ce modèle de bandes peut être considéré comme un marqueur chromosomique pour cette population de I. labrosus.

Ces auteurs ont également signalé la présence de bandes C dans l'hétérochromatine des régions télomériques de la plupart des chromosomes d'I. Labrosus du réservoir Capivara dans les deux localités. Quelques chromosomes présentaient des centromères positifs en bandes C. Lorsqu'il était présent, le micro-chromosome surnuméraire ou B semblait totalement hétérochromatique.

Des bandes G ont également été observées chez des poissons indiens, tels que Channa punctatus, Colisa fascieatus, Mystus tengara, Puntius sophore et Labeo rohita. Lakra et Krishna (1994) ont signalé des caryotypes à bande G chez des carpes majeures de l'Inde. Sharma et Sharma (1998) ont également signalé des bandes G dans les chromosomes d'un grand nombre de poissons indiens.

En ce qui concerne la distribution de l'hétérochromatine dans d'autres populations d'I. Labrosus, il a été montré que chaque population avait une configuration caractéristique. Summer (1977) a trouvé une grande quantité d'hétérochromatine dans les régions interstitielles et terminales de la population d'I. Labrosus provenant du réservoir de Jurumirim.

Par ailleurs, Swarco et al. (2005) ont trouvé de l’hétérochromatine centromérique et télomérique dans une population de la rivière Mogi-Guacu (SP) et, dans la pratique, Abe et Muramoto (1975) ont observé que l’hétérochromatine est principalement distribuée dans les régions télomériques. Tibagi River (TR). Ils ont suggéré que ces chromosomes soient utilisés comme marqueur pour cette population.

Les bandes R sont approximativement l'inverse des bandes G (le R signifie «inverser»). La région sombre est euchromatique et où les régions claires sont l'hétérochromatine. La bande R est obtenue par la chaleur et l'utilisation de Giemsa ou par fluorescence. Les bandes G-R de la fluorescence sont les négatifs photographiques des versions à champ clair, c’est-à-dire l’inverse des bandes G et R du champ clair.

C Banding:

La bande C est réalisée par désépuration avec un acide, la dénaturation est effectuée par base et une extraction d'ADN non hétérochromatique dans des solutions de sels chauds, comme indiqué par Coming (1978), est ensuite colorée au colorant Giesma. Il colore des zones d’hétérochromatine constitutive, qui est étroitement emballée et contient de l’ADN répétitif.

Des régions en bande C ont été mises en évidence dans les régions télomériques de la plupart des chromosomes du poisson-chat, Iherigichthys labrosus, prélevés dans le réservoir de Capivara. La configuration des bandes C dans certains chromosomes a été obtenue par Alul (endonucléase), qui identifie et clive la séquence AG / CT spécifique de l'ADN.

Swarca (2005) a également obtenu des profils de bandes similaires à ceux de la bande C avec Alul chez Pinirampus pirinampu et Pimelodus maculatus, tout comme Swarca (2005) dans Steindochneridion sp et S. scripta. Chez les poissons indiens, Rishi et Rishi (1992) ont obtenu des bandes C à Labeo rohita, tandis que Sharma et Sharma (1998) ont enregistré des bandes C à Mastacembelus pancalus, Ompak bimaculata, Channa gachua, Schziothorax richardsoni, etc.

Q Banding:

Dans cette technique, les chromosomes sont colorés par un colorant fluorescent à la quinacrine et les chromosomes présentent des bandes Q fluorescentes intenses (quinacrine). Ces bandes sont riches en adénine et thymine (AT). Lorsqu'elles sont exposées à la lumière ultraviolette, elles présentent une fluorescence intense.

NOR argent-coloration:

Cette procédure aide à identifier les gènes de l'ARN ribosomal dans un cycle cellulaire précédent. La formation de bandes NOR est réalisée à l'aide d'une coloration à l'argent avec du fluorochrome chromomycine A3 (CMA) distinguant les sites chromosomiques de l'ARN ribosomal 18s. La région est riche en guanine et en cytosine (CG). Si colorer avec de la mithraycine, il semble colorer l'ADN. Il a été étudié chez environ 200 espèces de poissons.

Chez Cyprinus carpio, une paire de NOR a été observée, tandis que NOR a été rapportée dans Channa punctatus par Rishi (1972). Swarca (2005) a récemment observé des constrictions secondaires sur le bras court de la première paire d'acrocentriques, associées à la région de l'organisateur moléculaire de Zungaro zungaro (Pisces, Pimelodidae).

Restriction Banderolage par endonucléase et fluorescence in situ L'hybridation est une technique de cytogénétique moléculaire à adopter à grande échelle dans l'étude des chromosomes de poisson.